科研 | J Allergy Clin Immunol:研究者发现皮肤内自然杀伤T细胞参与特应性皮炎的皮肤过敏性炎症
编译:微科盟阿温,编辑:微科盟Tracy、江舜尧。
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论文ID
原名:Skin-resident natural killer T cells participate to cutaneous allergic inflammation in atopic dermatitis译名:皮肤内自然杀伤T细胞参与特应性皮炎的皮肤过敏性炎症
期刊:Journal of Allergy and Clinical Immunology
IF:10.228发表时间:2021.01通讯作者:Chang Ook Park
通讯作者单位:韩国延世大学医学院
实验设计
1. 采用串联质谱标记(TMT)方法进行定量蛋白质组分析,以确定TSLP激活NKT细胞的相关因素,且对AD和HC皮肤进行转录组学分析;
2. Transwell迁移分析确定CXCL12是否影响CXCR4+ NKT细胞的运输/迁移特性,进一步研究TSLP是否能诱导T细胞和成纤维细胞产生CXCL12;
3. 探讨在急性过敏性炎症小鼠模型中,表达CXCR4的NKT细胞与体内CXCL12+细胞的相互作用;然后在转移前用CSFE染色供体NKT细胞评估过敏原诱导的NKT细胞是否增殖;
4. 通过活体显微镜观察OVA治疗的耳朵中NKT细胞的迁移,以证明NKT细胞发生皮肤炎症;
5. CD45.1和CD45.2同源小鼠通过异种共生手术进一步验证皮肤NKT细胞的组织定植性;使用KAEDE小鼠进一步检测皮肤驻留和迁移NKT细胞之间CXCR4的不同表达;
6. 将CXCR4-flox和ZBTB16-GFP/Cre小鼠杂交产生子代,评估CXCR4在NKT细胞中的功能。
实验结果
AD患者皮肤表皮强烈表达胸腺基质淋巴细胞生成素(TSLP),皮损中NK细胞增多。然而,NKT细胞是如何被招募到AD病变皮肤中的,TSLP是如何与NKT细胞相互作用迁移到AD皮肤中的机制尚不清楚。为了确定TSLP激活NKT细胞的相关因素,我们采用串联质谱标记(TMT)方法进行了新的定量蛋白质组分析。我们分别用TMT等压标记从未处理组、TSLP 6小时处理组和TSLP 24小时处理组NKT细胞中提取的蛋白质,然后用二维液相色谱-串联质谱(MS/MS)分析(图E1A)。最初,我们在TSLP处理和未处理的NKT细胞中鉴定了1404种蛋白质,并进行了基因本体(GO)分析(图E1B)。在24个被认为是差异表达的蛋白质中(高斯拟合比≤-0.37或≥0.37),只有CXCR4被发现以时间依赖的方式逐渐上调(图1A)。与血液相比,TSLP有助于AD皮肤形成独特的微环境;因此,我们进一步分析了AD患者和健康对照组(HCs)的皮肤和血液T细胞的整体转录组。层次聚类显示,在AD皮肤和HC皮肤之间,分化基因的大偏移量在转录上是唯一的(图1B)。主成分分析还显示,AD皮肤(红色)和HC皮肤(蓝色)形成两个不同的簇,而AD患者和HCs的外周血T细胞分化较差,形成一个单一簇(绿色)(图1C)。与AD患者外周血相比,病变皮肤中Vα24Jα18+NKT细胞数量增加(图1D)。我们还检测到AD皮肤中Vα24Jα18+NKT细胞的频率高于HC皮肤(图1E)。有趣的是,皮肤上的NKT细胞比AD患者血液中的NKT细胞表达更高的CXCR4水平(图1F)。与HC皮肤相比,CXCR4+ NKT细胞浸润AD皮肤的数量要多得多(图1G和H)。对AD和HC皮肤的进一步转录组学分析表明,CXCR4的同源配体CXCL12在AD皮肤中显著升高,与其他趋化因子基因CCL17、CCL18以及其他AD相关基因包括S100A7、S100A8和S100A9一起升高(图1I和图E1C)。我们的转录组学数据与之前在AD皮肤中观察到的下调和上调基因的研究结果一致(图1J)。综上所述,这些数据表明,在AD皮肤中,CXCR4+ Vα24Jα18+NKT细胞和CXCL12显著增加,暗示CXCR4/CXCL12轴参与了NKT细胞向AD皮肤的募集。
(A)实验方案。AD患者和健康对照组(HC)的微阵列(B)和点图(C)分析。AD-PBMCs和AD皮肤中NKT细胞的代表性群体(D)和CXCR4表达(F)。(E)NK细胞在HC和AD患者外周血单个核细胞和皮肤中的定量分布。AD和HC皮肤中CXCR4+NKT细胞的免疫荧光染色(G)和定量(H)。散点图(I)和热图(J)显示AD和HC皮肤中上调和下调的选定基因。 2. CXCL12在TSLP激活的成纤维细胞和T细胞中的表达
由于皮肤NKT细胞表达高水平的CXCR4,我们研究了Vα24Jα18+NKT细胞如何与CXCL12相互作用,并且两者相互作用在AD皮肤中显著升高。我们发现Vα24Jα18+NKT细胞不表达CXCL12;然而,皮肤NKT细胞与其他产生CXCL12的细胞并列,表明CXCR4+ Vα24Jα18+NKT细胞可能直接与周围产生CXCL12的细胞相互作用(图E2A)。接下来我们观察到,在AD皮肤中产生CXCL12的细胞呈现出细长和圆形两种形状,因此,我们用抗波形蛋白和抗CD3抗体对这些细胞进行染色,以区分真皮成纤维细胞和T细胞。与HC皮肤相比,我们在AD皮肤的成纤维细胞(图E2B)和T细胞(图E2D)中观察到CXCL12大量产生。皮肤成纤维细胞表达CXCL12的百分比(图E2C)高于T细胞,尽管两者在AD皮肤中都产生CXCL12(图E2E)。我们进一步研究了TSLP是否能诱导T细胞和成纤维细胞产生CXCL12,因为T细胞和成纤维细胞都有TSLP受体。TSLP激活的T细胞比未激活的T细胞产生更多的CXCL12(图E3A和B),并且TSLP 24小时处理组大量产生胞外(分泌型)CXCL12(图E3C)。此外,与未治疗组相比,TSLP治疗24小时后,成纤维细胞在细胞内和细胞外产生更多的CXCL12(图E3D)。为了确定CXCL12是否影响CXCR4+ NKT细胞的运输/迁移特性,我们进行了Transwell迁移分析。从人外周血单个核细胞(PBMC)中分离NKT细胞和T细胞,并用TSLP预处理24小时,暴露于CXCL12后,与CXCL12未处理的NKT细胞相比,NKT细胞迁移显著增加,而不是T细胞(图E3E),暗示表达CXCR4的NKT细胞可能迁移到AD皮肤富含CXCL12的区域。 3. 急性过敏性炎症小鼠的CXCR4+ NKT和CXCR12+细胞
接下来,我们进一步探讨了在急性过敏性炎症小鼠模型中,表达CXCR4的NKT细胞与体内CXCL12+细胞的相互作用。CXCL12-DsRed转基因小鼠在耳朵激发前5天在腹部用二硝基氟苯(DNFB)致敏(图2A)。我们观察到,只有接受DNFB致敏和用DNFB治疗的小鼠出现显著的耳肿胀,而用异硫氰酸荧光素(FITC)激发的DNFB致敏小鼠没有出现耳肿胀(图2B)。此外,为了证实过敏原诱导的NKT细胞特异性地发生皮肤过敏性炎症,我们采用NKT细胞的不同纯化策略,将DNFB或恶唑酮(OXA)致敏的TCRβ+/α-GalcerCD1d+ NKT细胞转移到Rag1-/-(T和B细胞缺陷)受体中,并与不同的过敏原交叉激发。我们观察到,只有接受DNFB或OXA致敏NKTs并受到相应过敏原刺激的受者才会发生耳炎,否则对未经历过的过敏原无效(图E4)。总之,这些结果表明,这些NKT细胞,其中有经验的抗原记忆,可能引发皮肤过敏性炎症。此外,与野生型小鼠相比,Jα18-/-NKT缺陷小鼠在用DNFB治疗后表现出较少的耳肿胀(图E5A和B),突出了NKT细胞在急性过敏性炎症中的作用。在DNFB诱发后6至72小时可以诱导CXCL12-DsRed细胞(图2C)。我们发现,在DNFB治疗后72小时,CXCL12+细胞被显著诱导(图2D),主要表达CXCL12的细胞是真皮成纤维细胞(图2E)以及CXCL12+CD3 T细胞,它们也显著增加(图2F),这与我们对人类AD皮肤的研究结果一致。我们还观察到,CXCL12+成纤维细胞和T细胞聚集并富集在DNFB治疗皮肤的同一部位,表明两种CXCL12+细胞同时与表达CXCR4的NKT细胞相互作用(图2G)。接下来我们检测了在DNFB治疗的皮肤中是否可以检测到CXCR4+NKT细胞。在DNFB治疗后第3天,DNFB处理的皮肤中NKT细胞的数量大量增加,但我们观察到,与DNFB未处理的小鼠相比,DNFB处理的淋巴结(LN)中NKT细胞的数量仅略有增加(图2H)。DNFB刺激皮肤中的NKT细胞表达CXCR4的水平显著高于LN(图2I),这与我们在人类中的结果一致。这些表达CXCR4的NKT细胞在DNFB治疗的皮肤中产生大量的IL-4、IFN-γ和IL-17(图E5C),这表明了在我们的模型中皮肤驻留NKT细胞的致病作用。为了验证NKT细胞在急性过敏性炎症中的致病作用,我们将DNFB致敏的脾NKT细胞(5×105)(图E6A)转移到幼小的受体小鼠(CXCL12-DsRed)(图E6B)中。在转移后24小时,用DNFB治疗受体小鼠的右耳,同时在左耳进行空白对照治疗,然后在不同时间(12、24、48和72小时)测量耳肿胀量(图E6C)。我们观察到,接受DNFB致敏NKT细胞并用DNFB处理的受体小鼠与阳性对照小鼠(致敏,然后用DNFB治疗)相比显示出显著的耳肿胀。未经激发的DNFB致敏小鼠、未经激发的DNFB致敏小鼠或接受未经激发的DNFB致敏NKT细胞的受体小鼠均无反应。这些结果表明,在我们的急性过敏性小鼠模型中,过敏原诱导的NKT细胞可引起皮肤炎症。为了进一步评估过敏原诱导的NKT细胞是否增殖,我们在转移前用CSFE染色供体NKT细胞(图E6B)。我们发现转移的DNFB致敏NKT细胞在DNFB治疗后第1天迅速迁移到皮肤中,并且与没有DNFB治疗的细胞相比在第3天发生大量增殖(图E6D)。有趣的是,皮肤引流性LN(dLN)中DNFB致敏的NKT细胞在第1天开始增殖,即使没有DNFB治疗,在第3天也完全增殖(有或没有DNFB治疗),而非引流性LN(非dLN)中DNFB致敏的NKT细胞增殖最小。这些结果表明,DNFB诱导的NKT细胞具有皮肤归巢特性,即使没有二次治疗,也能维持至少10天的增殖潜能。我们接着观察到,与未激发的皮肤相比,在DNFB治疗的皮肤中,表达CXCR4的NKT细胞被时间依赖性地显著诱导(图E6E),这表明CXCR4+ NKT细胞浸润到急性过敏性皮肤中可以通过二次DNFB治疗以时间依赖性的方式被加速。为了解决急性过敏性炎症中过敏原诱导的NKT细胞如何在体内转移到皮肤,我们将GFP+ DNFB致敏的NKT细胞转移到CXCL12-DsRed受体中,然后用DNFB治疗(图E7A)。通过DNFB治疗后6小时的活体显像,NKT细胞渗入皮肤(图E7B)并以高速随机迁移(图E6E和F以及视频E1),此时NKT细胞中未诱导CXCR4表达。在DNFB治疗后24小时,我们观察到GFP+ NKT细胞显示出降低的运动性并开始定位于CXCL12-DsRed+细胞(图E7E和F以及视频E2)。在72小时,GFP+ NKT细胞表现出更大的运动性降低和更大的迁移限制性,进而驻留在CXCL12丰富的区域,随后形成一个绿红色的细胞簇(图E7B和E、F以及视频E3),显示GFP+ NKT细胞与表达CXCL12的成纤维细胞和T细胞聚集的独特模式(图E7C)。我们还发现GFP+ NKT细胞以时间依赖性的方式渗入皮肤(图E7D);在72小时,GFP+ NKT细胞表达CXCR4,而LNs中的NKT细胞不表达CXCR4(图E7G)。总之,我们的结果表明,表达CXCR4的NKT细胞向富含CXCL12的区域流动,并形成CXCR4+ NKT/CXCL12+细胞簇,与急性过敏性炎症有关。
(A)实验方案。(B)DNFB诱导CXCL12-DsRed小鼠皮肤过敏性炎症。(C)DNFB治疗后6、24和72小时CXCL12 DsRed小鼠耳的活体内代表性图像。(D)CXCL12在有或无DNFB刺激72小时的耳皮肤细胞中的表达。在有或无DNFB刺激72小时的CXCL12表达耳皮肤细胞中成纤维细胞和CD3 T细胞的频率(E)和数量(F)(**p<0.001)。(G)DNFB未处理的正常小鼠(NL)和DNFB治疗耳部皮肤72h的IF染色。NL和DNFB治疗小鼠皮肤和LN中CD3+和NK1.1+ NKT细胞的比例。(I)DNFB治疗小鼠LN和皮肤中CD3+和NK1.1+ NKT细胞CXCR4的表达。 4. 变应原诱导的NKT细胞介导AD小鼠模型的皮肤炎症
接下来,为了研究过敏原诱导的NKT细胞在慢性AD小鼠模型中的致病作用,我们在卵清蛋白(OVA)加霍乱毒素(CT)治疗前24小时将OVA致敏的GFP+ NKT细胞(5×105)转移到幼小的B6野生型(WT)小鼠体内(图3A)。受试者在第7天表现出实质性的耳肿胀,与OVA致敏和激发的阳性对照组相当,而未经激发而给予OVA致敏NKT细胞的受试者或仅给予OVA致敏的小鼠没有反应(图3B),这表明慢性过敏原暴露诱导的NKT细胞也没有介导AD小鼠模型的皮肤炎症。为了排除常规T细胞的影响,我们进行了相同的过程,但将OVA致敏的NKT细胞转移到Rag1-/-受体。我们的数据显示,在缺乏适应性免疫的情况下,NKT细胞介导了OVA诱导的皮肤炎症,但与图3B所示结果相比,皮肤炎症的强度较低(图E8),表明内源性常规T细胞也参与了OVA诱导的皮肤炎症(图3B;图E8)。通过活体显微镜观察,我们在第1天OVA治疗的耳朵中发现了缓慢迁移的NKT细胞(视频E4)。在第7天,我们观察到,与未受OVA治疗的耳朵(仅CT)相比,大量GFP+ NKT细胞迁移到OVA治疗的耳朵中(图3C和D);GFP+NKT细胞簇是固着的并且显示出受限的运动性,这表明OVA诱导的NKT细胞也可以形成簇(视频E5),这与我们对急性过敏性炎症的研究结果一致。我们还发现,OVA诱导的NKT细胞在OVA治疗的皮肤中比在未治疗的皮肤中表达更多的CXCR4(图3E)。这些表达CXCR4的NKT细胞产生的IL-4和IFN-γ水平显著高于CXCR4- NKT细胞(图3F-I),支持慢性诱导的皮肤驻留NKT细胞促进慢性AD的发展。
(A)实验方案。(B)接受者耳肿胀。(C)在第7天有或没有卵黄刺激的情况下,位于耳内的GFP+ NKT细胞的代表性活体内图像。细胞计数(D)、CXCR4(E)、IL-4(F)和IFN-γ(G)在第7天接受或不接受OVA刺激的耳中表达GFP+ NKT细胞。第7天OVA刺激的皮肤CXCR4+和CXCR4-GFP+NKT细胞中IL-4(H)和IFN-γ(I)的数量。 5. 皮肤内NKT细胞表达CXCR4和CD69类似于TRM细胞
我们对皮肤和血液转录组的结果显示了皮肤和血液T细胞之间的差异(图1C),我们的小鼠模型显示皮肤中NKT细胞中CXCR4的表达与LN相比存在差异。为了进一步评价这些结果,我们比较了正常WT B6小鼠皮肤、肝脏、LN和脾脏中NKT细胞的表型。我们发现肝脏中CD3+ NK1.1+NKT细胞或CD1d限制性NKT细胞的数量最高,其次是皮肤、脾脏和LN(图4A和图E9A)。当我们测量NKT细胞中CXCR4的表达时,只有皮肤NKT细胞表达CXCR4(图4A和图E9B和C)。相反,NKT细胞的另一个标记物CXCR6在包括肝脏和皮肤在内的所有组织中高表达,但不是皮肤特异性的(图E9D),表明CXCR4可能是皮肤驻留NKT细胞的特异性标记物。我们还证实了NKT细胞的两种纯化策略,并且CD3+ NK1.1+NKT细胞和TCRβ+ α-GalcerCD1d+ NKT细胞之间没有显著差异(图E10A和B)。近年来,许多不同类型的组织驻留记忆(TRM)T细胞被发现,包括皮肤驻留T细胞和γδT细胞。因此,我们评估了CD69在不同组织的NKT细胞中的表达,CD69是TRM的一个广受欢迎的标记物。CD69+ NKT细胞在肝脏和皮肤中最为丰富,其次是脾脏和LN(图4A)。在正常小鼠皮肤中,主要的NKT细胞是CD69+,所有表达CXCR4的NKT细胞也是CD69+(图4A),表明表达CXCR4的NKT细胞代表皮肤中的一种TRM。与我们的小鼠结果一致,我们观察到,与HC皮肤相比,人类AD皮肤中可以鉴定出CXCR4+ CD69+Vα24Jα18+NKT细胞(图4B和C),并且皮肤驻留NKT细胞表达的CD69水平高于AD患者的循环NKT细胞(图4D)。这表明CXCR4+ CD69+NKT细胞是一种TRM,通过在人AD皮肤中形成富集NKT细胞的簇而促进AD的发展(图4B)。为了进一步验证皮肤NKT细胞的组织驻留性,我们对CD45.1和CD45.2同源小鼠上进行了异种共生手术。在这种情况下,再循环细胞在每一个异种共生体之间平衡,而组织驻留细胞则不平衡(图4E)。术后4周,我们观察到大量LN白细胞嵌合体,而皮肤和肝脏的CD45+细胞在每个异种共生体之间失衡(图4F)。对于NKT细胞而言,肝脏中NKT细胞的剧烈不平衡被维持,并且我们在皮肤中观察到更多的CD45.2+组织驻留NKT细胞,而LN中CD45.1+或CD45.2+来源的NKT细胞以相似的比率存在(图4G)。宿主组织驻留在肝脏的NKT细胞表达的CD69水平高于从伴侣处迁移过来的NKT细胞(图4H)。与移行性NKT细胞相比,驻留于皮肤的NKT细胞也表达更高水平的CD69,而来自宿主和伴侣的LN-NKT细胞显示低水平的CD69。此外,皮肤驻留NKT细胞表达的CXCR4水平高于迁移的NKT细胞(图4H),支持CXCR4+ CD69+NKT细胞在皮肤中的组织驻留。
(A)皮肤、肝脏、LN和脾脏中CD3和NK1.1双阳性NKT细胞的频率(上升)及其CXCR4和CD69的表达(下降)。(B)CXCR4和CD69在人HC和AD皮肤Vα24Jα18+NKT细胞中的表达。(C)HC和AD患者皮肤中CXCR4+ CD69+NKT细胞的百分比。(D)CD69在AD患者皮肤及PBMC-NKT细胞中的表达。(E)异种共生手术实验方案。CD45.1和CD45.2同源小鼠通过异种共生手术连接。(F)第4周时,CD45.2宿主小鼠的皮肤、肝脏和LN中分布着CD45.1+/CD45.2+细胞。(G)皮肤、肝脏和淋巴结中CD45.1+/CD45.2+CD3+ NK1.1+ NKT细胞的频率。(H)CXCR4和CD69表达的CD45.1+/CD45.2+CD3+ NK1.1+ NKT细胞来自皮肤、肝脏和LN的CD45.2异种共生体。 为了进一步检测皮肤驻留和迁移NKT细胞之间CXCR4的不同表达,我们使用了KAEDE小鼠,该小鼠含有一种可光转换的绿色荧光蛋白,在紫外光照射下不可逆地改变为红色。暴露后,所有KAEDE+皮肤细胞立即变红(图5A和B以及视频E6和E7)。在暴露后24小时,我们在光转化的耳朵中发现了一个快速移动的KAEDE绿色细胞群,表明它们最近进入皮肤(图5A和B,以及视频E8)。与这些结果一致,我们观察到KAEDE红NKT细胞比KAEDE绿NKT细胞表达更高水平的CD69和CXCR4(图5C和D),证实了非迁移性CXCR4+ CD69+KAEDE红NKT细胞是皮肤中的一种TRM细胞。为了描述皮肤NKT细胞的迁移模式,我们通过皮内注射(一半)和静脉注射(一半)将DNFB致敏的KAEDE NKT细胞转移到B6小鼠体内(图5E),立即将耳朵暴露于紫外光下,然后6小时后用DNFB治疗(图5E)。在紫外光照射后24小时,我们在DNFB治疗的耳朵中发现了KAEDE红色和绿色NKT细胞(图6F),支持最近从循环中招募的KAEDE绿色NKT细胞。此外,大多数KAEDE红NKT细胞是固定的,而KAEDE绿NKT细胞是可移动的(图5G和H以及视频E9)。与我们的上述数据一致,大多数KAEDE红NKT细胞保留高CXCR4,这是一种与皮肤驻留NKT细胞相关的表型,与表达低水平CXCR4的KAEDE绿NKT细胞不同,CXCR4是一种皮肤迁移NKT细胞的表型(图5I)。
(A)紫外光照射后KAEDE小鼠耳廓在指定时间的活体图像。(B)在指定的时间,KAEDE红和绿CD3+ NK1.1+ NKT细胞的比例。(C)红、绿NKT细胞中CXCR4和CD69的表达。(D)红、绿NKT细胞中CD69+和CXCR4+ NKT细胞的相对百分比。(E)实验方案。(F)紫外光照射后24小时耳廓的活体图像。紫外光照射后24h,DNFB刺激耳中KAEDE红、绿NKT细胞的平均速度(G)和阻滞系数(H)。(I)红、绿NKT细胞中CXCR4的表达。 6. CXCR4缺陷的NKT细胞不能介导皮肤过敏性炎症
为了评估CXCR4在NKT细胞中的功能,我们将CXCR4-flox和ZBTB16-GFP/Cre小鼠杂交产生子代(CXCR4fl/fl-ZBTB16cre/+),其中CXCR4基因在NKT细胞中被选择性删除(CXCR4-KO)(图6A和B)。接下来,我们从CXCR4fl/fl(对照组)和CXCR4fl/fl-ZBTB16cre/+(CXCR4 KO)小鼠中分选DNFB致敏的脾NKT细胞,并在CFSE染色后将这些NKT细胞转移到CXCR12-DsRed受体中(图6A)。我们观察到,与WT对照组相比,给予DNFB致敏的CXCR4-KONKT细胞的受试者在DNFB治疗后12小时到72小时内没有出现耳肿胀(图6C),我们还发现CXCR4缺陷的NKT细胞在DNFB治疗的耳朵中的渗透能力显著受损(图6D),而大量的WT NKT细胞(绿色)位于CXCL12富集区(红色),在第3天DNFB治疗的耳朵中形成富集的绿-红簇(图6D和E)。我们证实,CXCR4+ NKT细胞迁移到接受WT NKT细胞的受试者DNFB治疗的皮肤中(图6F),但正如预期的那样,在给予DNFB致敏的CXCR4缺失细胞的CXCR4 KO组中,大多数皮肤NKT细胞不表达CXCR4(图6F和G)。与CXCR4缺陷NKT细胞相比,对照组DNFB治疗皮肤中的WT NKT细胞产生的IFN-γ水平显著更高(图6H)。此外,在WT对照组中,CXCR4+ NKT细胞是IFN-γ的主要产生者,而CXCR4- NKT细胞在DNFB治疗的皮肤中产生非常低水平的IFN-γ(图6I),充分说明表达皮肤NKT细胞的CXCR4在AD皮肤炎症诱导中的致病作用。
(A)实验方案。(B)对照组和CXCR4小鼠脾NKT细胞的RT-PCR结果。(C)CXCL12-DsRed受体在指定时间的耳肿胀。DNFB治疗72小时后,对照组NKT细胞和CXCR4-KO-NKT细胞的代表性活体内图像(D)和细胞计数(E)。转移的对照组和CXCR4-KO-NKT细胞在皮肤中的表达(F)和百分比(G)以及IFN-γ表达(H)。(I)转移对照NKT细胞中CXCR4+和CXCR4- NKT细胞的IFN-γ表达。
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